Diagnostik
Untersuchungsauftrag
- Methode:
- Antikoagulans:
- Empfehlung:
- Methode:Zytomorphologie
- Antikoagulans:EDTA
- Empfehlung:obligat*
- Methode:Immunphänotypisierung
- Antikoagulans:
- Empfehlung:nein
- Methode:Chromosomenanalyse
- Antikoagulans:Heparin
- Empfehlung:nein
- Methode:FISH
- Antikoagulans:EDTA oder Heparin
- Empfehlung:nein
- Methode:Molekulargenetik
- Antikoagulans:EDTA oder Heparin
- Empfehlung:obligat
*bei positiver Molekulargenetik
- Klassifikation
- Diagnostische Methoden
- Prognose
- Empfehlung
Auf Basis der aktuellen Leitlinienund des aktuellen Forschungsstandes ergeben sich verschiedene diagnostischeEmpfehlungen für Patienten mit klonalerHämatopoese von unbestimmtem Potenzial. Wir habenIhnen die wichtigsten Infos zur Klassifikation und den diagnostischen Methodenam MLL zusammengefasst. Zudem haben wir weiterführende Links und Literatur zu klonaler Hämatopoese von unbestimmtemPotenzial zusammengestellt.
CHIP in der Hämatologie: Klassifikation
Die klonale Hämatopoese von unbestimmtem Potenzial (clonal hematopoiesis of indeterminate potential, CHIP) wird gemäß der WHO-Klassifikation 2022 zu den myeloischen Vorläuferläsionen gezählt.
CHIP-Definition der WHO 2022 (WHO 2022)
- Nachweis einer oder mehrerer somatischer Mutationen mit Varianter Allelfrequenz (VAF) ≥2% (≥4% für X-chromosomale Genmutationen bei Männern) in der DNA von Blut- oder Knochenmarkzellen, die ausgewählte Gene betreffen (siehe Molekulargenetik, Tabelle 2)
- Fehlen von unerklärlichen Zytopenien
- Diagnosekriterien für myeloische Neoplasmen werden nicht erfüllt
CHIP ist bei Personen unter 40 Jahren selten und nimmtnach 65 Jahren stetig zu. Bei älteren Personen betrifft sie zwischen 10-40%,wobei die Prävalenz auch von der Sensitivität der diagnostischenSequenziermethode abhängt (Haferlach & Heuser 2022, WHO 2022).
Bei Individuen mit CHIP zeigt sich ein erhöhtes Risikofür die Entwicklung einer hämatologischen Neoplasie. Auch das Risiko für andereErkrankungen, wie z. B. kardiovaskuläre Erkrankungen ist bei Vorliegen von CHIPerhöht. Hierkönnen Sie sich über CHIP in der Kardiologie informieren.
Abgrenzung von CHIP zu CCUS und MDS
Bei Nachweis von Klonalität der Hämatopoese ist eine Abgrenzung von CHIP zu CCUS (klonale Zytopenie unbestimmter Signifikanz) und dem Vollbild myeloischer Neoplasien, insbesondere myelodysplastischer Neoplasien (MDS) notwendig.
Besteht bei Vorliegen einer klonalen Hämatopoese zusätzlich eine Zytopenie unklarer Ursache, so wird dies als CCUS bezeichnet. Wenn zudem auch noch zytomorphologische Zeichen einer Dysplasie vorliegen, sind die Diagnosekriterien von MDS erfüllt.
Tabelle 1: Abgrenzung von CHIP und CCUS zu MDS (ho*rmann 2022 [2])
| CHIP | CCUS | Niedrigrisiko MDS | Hochrisiko MDS | |
| Klonalität | + | + | + | + |
| Dysplasie | - | - | + | + |
| Zytopenie | - | + | + | + |
| KM Blasten | <5% | <5% | <5% | 5-20% |
| Zytogenetische Aberrationen | +/- | +/- | + | ++ |
| Molekulare Aberrationen | + | + | ++ | +++ |
| Progressionsrisiko | + | ++ | ++ | +++ |
CHIP in der Hämatologie: Diagnostische Methoden und ihre Bedeutung
Liegt aufgrund des (molekular-)genetischen Befundes eine klonale Hämatopoese vor, sollte im Rahmen einer Blutbildanalyse inklusive zytomorphologischer Untersuchung eine Abgrenzung von CHIP (Abwesenheit von Dysplasie und Zytopenie) gegenüber CCUS (Zytopenie, aber Abwesenheit von Dysplasie) bzw. einer hämatologischen Neoplasie erfolgen. Besteht der Verdacht auf eine hämatologische Neoplasie, sind weiterführende diagnostische Untersuchungen – üblicherweise im Rahmen einer Knochenmarkpunktion – indiziert.
Forschungsdaten aus Microarray- und WGS-Studien konnten zeigen, dass eine klonale Hämatopoese auch in Form von Kopienzahlveränderungen oder Kopienzahl-neutralem Verlust der Heterozygotie (CN-LOH) bei Individuen ohne hämatologische Neoplasie in Erscheinung treten kann. Zu den häufigsten Veränderungen zählen dabei der Kopienzahl-neutrale Verlust der Heterozygotie in den Regionen 9p und 4q, Trisomien der Chromosomen 8, 12 und 15 sowie 20q-Deletionen (Jacobs et al. 2012, Saiki et al. 2021, Haferlach & Heuser 2022). In der Praxis stellt CHIP bei Individuen ohne Blutbildauffälligkeiten meist einen Zufallsbefund aufgrund molekulargenetischer Untersuchungen des peripheren Blutes dar. In der CHIP-Diagnostik ist eine Chromosomenanalyse nicht indiziert. Sollte jedoch eine ungeklärte Zytopenie vorliegen, sollte eine Chromosomenanalyse aus Knochenmark durchgeführt werden. Siehe auch CCUS (klonale Zytopenie unbestimmter Signifikanz).
Die CHIP-Diagnose wird typischerweise mittels DNA-Sequenzierung gestellt (WHO 2022). Da eine Allelfrequenz der Mutationen von ≥2% definierend ist, muss die ausgewählte diagnostische Methode eine VAF von 2% noch verlässlich detektieren können (Haferlach & Heuser 2022). Die Definition von CHIP der WHO 2022 enthält folgende Mutationen:
Tabelle 2: Treibermutationen der klonalen Hämatopoese (nach WHO 2022)
| Häufige / klinisch bedeutsame Gene | DNMT3A, TET2, ASXL1, JAK2, TP53, SF3B1, PPM1D, SRSF2, IDH1, IDH2, U2AF1, KRAS, NRAS, CTCF, CBL, GNB1, BRCC3, PTPN11, GNAS, BCOR, BCORL1 |
| Zusätzliche Gene | BRAF, CALR, CEBPA, CRBBP, CSF1R, CSF3R, CUX1, ETV6, EZH2, GATA2, JAK3, KDM6A, KIT, KMT2A, MPL, MYD88, NOTCH1, PHF6, PIGA, PRPF40B, PTEN, RAD21, RUNX1, SETBP1, SF1, SF3A1, SMC1A, SMC3, STAG2, STAT3, U2AF2, WT1, ZRSR2 |
CHIP kann grundsätzlich in MDS oder andere hämatologische Neoplasien übergehen, das Progressionsrisiko ist jedoch gering. Besteht bei Vorliegen einer klonalen Hämatopoese zusätzlich eine Zytopenie (CCUS), ist dies mit einem deutlich höheren hämatologischen Progressionsrisiko assoziiert als CHIP (Malcovati et al. 2017). Die Abgrenzung zwischen CHIP, CCUS und MDS kann nicht alleine anhand molekulargenetischer Untersuchungen gestellt werden, sondern beruht aktuell auf Unterschieden im Vorhandensein von Zytopenien und diagnostischen morphologischen Kriterien für ein MDS. Ein fließender Übergang zwischen CHIP, CCUS und MDS wird als wahrscheinlich angenommen. Ein wichtiges Indiz hierfür ist die Zunahme der genetischen Komplexität (vgl. Tabelle 3) hinsichtlich der Anzahl der Mutationen sowie der Klongröße (Allelfrequenz) (Cargo et al. 2015, Bejar 2017, Malcovati et al. 2017, Bewersdorf et al. 2019).
Tabelle 3: Vergleich molekulargenetischer Charakteristikazwischen CHIP, CCUS und MDS (Auswahl nach Bejar 2017)
| CHIP | CCUS (bei Diagnose) | MDS (alle Risikogruppen) | |
| Häufig mutierte Gene | DNMT3A, TET2, ASXL1, PPM1D, JAK2, TP53 | TET2, DNMT3A, ASXL1, SRSF2, TP53 | SF3B1, TET2, ASXL1, SRSF2, DNMT3A |
| Durchschnittliche Anzahl an Mutationen | 1 | 1,6 | 2,6 |
| Typische Allelfrequenz | 9-12% | 30-40% | 30-50% |
Insgesamt sind MDS molekulargenetisch komplexer alsCHIP: Es liegen meist zwei oder mehr Mutationen vor und die Mutationslast liegtin der Regel über 10% (Haferlach et al. 2014, Malcovati et al.2017, Sperling et al. 2017). Da es beieinem Progress zu einer Anhäufung mehrerer genetischer Veränderungen kommt,wird empfohlen, in fraglichen Fällen Verlaufsuntersuchungen vorzunehmen.
Tabelle 4 zeigt eine Übersicht bekannter Mutationenbei MDS und CHIP. Das Vorliegen multipler Mutationen (z. B. SF3B1, SRSF2)erhöht die Wahrscheinlichkeit einer MDS-Diagnose bzw. die Wahrscheinlichkeitein MDS zu entwickeln.
Tabelle 4: Somatische Gen-Mutationen bei MDS und CHIP (Valent etal. 2017)
| Gen | Chromosomen-Lokalisation | Häufigkeit (% aller Patienten) | |
| MDS | CHIP | ||
| NRAS | 1p13.2 | 1-10 | <1 |
| DNMT3A | 2p23 | >10 | >10 |
| SF3B1 | 2q33.1 | >10 | 1-10 |
| IDH1 | 2q33.3 | 1-10 | <1 |
| GATA2 | 3q21.3 | <1 | <1 |
| KIT | 4q11-12 | 1-10 | <1 |
| TET2 | 4q24 | >10 | >10 |
| NPM1 | 5q35.1 | <1 | <1 |
| EZH2 | 7q35-36 | 1-10 | <1 |
| JAK2 | 9p24 | 1-10 | >10 |
| CBL | 11q23.3 | 1-10 | 1-10 |
| KRAS | 12p12-11 | <1 | <1 |
| ETV6 | 12p13 | <1 | <1 |
| FLT3 | 13q12 | <1 | <1 |
| IDH2 | 15q26.1 | <1 | <1 |
| TP53 | 17p13.1 | 1-10 | 1-10 |
| PRPF8 | 17p13.3 | <1 | <1 |
| SRSF2 | 17q25.1 | >10 | 1-10 |
| CEBPA | 19q13.1 | <1 | <1 |
| ASXL1 | 20q11 | >10 | >10 |
| U2AF1 | 21q22.31 | 1-10 | <1 |
| RUNX1 | 21q22.12 | 1-10 | <1 |
| BCOR | Xp11.4 | <1 | <1 |
| ZRSR2 | Xp22.1 | 1-10 | <1 |
| STAG2 | Xq25 | 1-10 | <1 |
CHIP in der Hämatologie: Prognose
Die Transformationsrate bei Vorliegen einer CHIP liegtbei 0,17-0,22% pro Jahr (Haferlach & Heuser 2022). Große Klone oder das Vorhandensein mehrerer Mutationen erhöhen das Risikoeiner Progression in eine myeloische Neoplasie. Besonders Mutationen in TP53, U2AF1, SRSF2, IDH1, IDH2, SF3B1und ASXL1 erhöhen das Risiko einerProgression. Zudem gilt das gleichzeitige Vorhandensein mosaikartiger klonalerVeränderungen (nachgewiesen mittels Microarray- oder WGS-Studien) alsunabhängiger Risikofaktor für die Entwicklung einer Leukämie (Haferlach & Heuser 2022, WHO 2022, ho*rmann 2022 [1], ho*rmann 2022 [2]). In derAltersgruppe von ≥80 Jahren ist eine Assoziation von CHIP mit einer geringerenÜberlebenswahrscheinlichkeit beschrieben insbesondere bei Vorliegen von ≥2Mutationen. In dieser Altersgruppe wurde neben spezifischen Mutationsmusternauch eine Allelfrequenz der Mutation von ≥9,6% als Risikofaktor für dieEntwicklung einer myeloischen Neoplasie identifiziert (Rossi et al. 2021).
Als prognostischer Risikoscore für dieEntwicklung einer hämatologischen Neoplasie wurde im Jahr 2023 der „ClonalHematopoiesis Risk Score (CHRS) etabliert. In diesen fließen verschiedeneVariablen ein, die zur Einteilung in die Risikogruppen niedrig, intermediär undhoch führen. Das alleinige Vorliegen einer DNMT3A-Mutationgilt als prognostisch günstiger Faktor im CHRS. Als prognostisch ungünstigeFaktoren gelten hingegen folgende Parameter (Weeks et al. 2023):
- definierte Hochrisiko-Mutation (SRSF2,SF3B1, ZRSR2, IDH1, IDH2, FLT3, RUNX1, JAK2 und TP53)
- Detektion mehrerer Mutationen
- Klongröße von zumindest 20% Varianter Allel Frequenz (VAF)
- Erythrozytenverteilungsbreite (RDW, red cell distribution width) von≥15%
- Makrozytose definiert als mittleres Erythrozytenvolumen (MCV) von≥100 fl
- Vorhandensein einer Zytopenie (CCUS vs. CHIP)
- Alter ≥65 Jahre
Die Artder CHIP-Veränderungen beeinflusst die daraus resultierende myeloische (M-CHIP)oder lymphatische (L-CHIP) hämatologische Erkrankung (Niroula et al. 2021, Haferlach & Heuser 2022,ho*rmann 2022 [1]).Mutationen von TP53 und IDH1/2 sowie Spliceosom-Genen erhöhenzudem das Risiko eine AML zu entwickeln (Abelson et al. 2018, Desai et al. 2018). CHIPgeht mit einem erhöhten Risiko für Gesamtmortalität, atherosklerotischekardiovaskuläre Erkrankungen sowie mit Autoimmunerkrankungen einher (WHO 2022). CHIP gilt zudem alsRisikofaktor für eine fortgeschrittene chronisch-obstruktive Lungenerkrankung(COPD) und die Entwicklung unterschiedlicher anderer nicht-hämatologischerErkrankungen (Haferlach & Heuser 2022). Eine hohe Anzahl an genetischen Veränderungen erhöht dieWahrscheinlichkeit an einer hämatologischen Neoplasie oder einer kardiovaskulärenErkrankung zu versterben signifikant (Saiki et al. 2021). Sieheauch CHIPin der Kardiologie.
CHIP als Risikofaktor für die Entwicklung therapieassoziierter myeloischer Neoplasien
CHIP-Klone können unter hämatologischem Stress, der u.a. durch zytotoxische Therapie, Bestrahlung oder Stammzelltransplantation entstehen kann, einen selektiven Überlebensvorteil gewinnen und expandieren. Insbesondere TP53 und PPM1D mutierte Klone werden mit der Entwicklung therapieassoziierter Neoplasien nach zytotoxischer Therapie in Verbindung gebracht (Wong et al. 2015, Coombs et al. 2017, Hsu et al. 2018, Kahn et al. 2018, Wong et al. 2018, Ortmann et al. 2019, ho*rmann 2022 [1]).
CHIP im Kontext autologer und allogener Stammzelltransplantation
In wenigen Studien wurde ein erhöhtes Risiko für die Entwicklung einer therapieassoziierten myeloischen Neoplasie nach autologer Stammzelltransplantation beschrieben (Gibson et al. 2017). Nach aktuellem Wissensstand gibt es jedoch keine ausreichende Evidenz CHIP im Kontext einer autologen Stammzelltransplantation zur Therapieentscheidung heranzuziehen.
Bei allogener Stammzelltransplantation beeinflusste der CHIP-Status des Spenders das Gesamtüberleben der Empfänger in einer ersten Studie nicht. Im Kontext CHIP-positiver Stammzellspender wurde eine erhöhte Inzidenz chronischer Graft-versus-Host-Erkrankungen beobachtet, welche mit einer geringeren Rezidiv- bzw. Progressionsrate einherging (Frick et al. 2019). Es gibt allerdings Fallberichte zum Auftreten von Spenderzellleukämien nach allogener Stammzelltransplantation im Zusammenhang mit CHIP-positiven älteren Spendern (Gondek et al. 2016, Frick et al. 2019).
CHIP in der Hämatologie: Empfehlung
Auch in Anbetracht fehlender Möglichkeiten zur therapeutischen Intervention wird ein Screening auf das Vorliegen einer CHIP bei Personen mit normalem Blutbild aus hämatologischer Sicht derzeit noch nicht empfohlen. Oft handelt es sich beim Nachweis einer klonalen Hämatopoese um einen Zufallsbefund. Bei einem normalen Blutbild sollte bei Patienten mit CHIP in regelmäßigen Abständen (zunächst nach 3 Monaten, später alle 12 Monate) ein Blutbild inklusive Differenzialblutbild erstellt werden, um eine mögliche Progression zu erfassen. Liegt bei dem Patienten eine unerklärte periphere Zytopenie (CCUS) vor, wird initial eine Knochenmarkpunktion und ein Differenzialblutbild nach 1, 2 und 3 Monaten sowie folgend alle 3 Monate empfohlen (Heuser et al. 2016). Eine Empfehlung zum diagnostischen Algorithmus bei CHIP gibt es zudem von Haferlach & Heuser 2022:
Abelson S et al. Prediction of acute myeloid leukaemia risk in healthy individuals. Nature 2018;559(7714):400-404.
Bejar R. Implications of molecular genetic diversity in myelodysplastic syndromes. Curr Opin Hematol 2017 [2];24(2):73-78.
Bewersdorf JP et al. From clonal hematopoiesis to myeloid leukemia and what happens in between: Will improved understanding lead to new therapeutic and preventive opportunities? Blood Rev 2019;37(100587.
Cargo CA et al. Targeted sequencing identifies patients with preclinical MDS at high risk of disease progression. Blood 2015;126(21):2362-2365.
Coombs CC et al. Therapy-Related Clonal Hematopoiesis in Patients with Non-hematologic Cancers Is Common and Associated with Adverse Clinical Outcomes. Cell Stem Cell 2017;21(3):374-382.e374.
Desai P et al. Somatic mutations precede acute myeloid leukemia years before diagnosis. Nat Med 2018;24(7):1015-1023.
Frick M et al. Role of Donor Clonal Hematopoiesis in Allogeneic Hematopoietic Stem-Cell Transplantation. J Clin Oncol 2019;37(5):375-385.
Gibson CJ et al. Clonal Hematopoiesis Associated With Adverse Outcomes After Autologous Stem-Cell Transplantation for Lymphoma. J Clin Oncol 2017;35(14):1598-1605.
Gondek LP et al. Donor cell leukemia arising from clonal hematopoiesis after bone marrow transplantation. Leukemia 2016;30(9):1916-1920.
Haferlach C, Heuser M. [Diagnostics in unclear cytopenia-How and when do we screen for clonal hematopoiesis?]. Inn Med (Heidelb) 2022.
Haferlach T et al. Landscape of Genetic Lesions in 944 Patients with Myelodysplastic Syndromes. Leukemia 2014;28(2):241-247.
Heuser M et al. Clonal Hematopoiesis of Indeterminate Potential. Dtsch Arztebl Int 2016;113(18):317-322.
ho*rmann G. Clinical Significance of Clonal Hematopoiesis of Indeterminate Potential in Hematology and Cardiovascular Disease. Diagnostics (Basel) 2022 [1];12(7):
ho*rmann G. Clonal hematopoiesis of indeterminate potential: clinical relevance of an incidental finding in liquid profiling. Journal of Laboratory Medicine 2022 [2];46(4):301-310.
Hsu JI et al. PPM1D Mutations Drive Clonal Hematopoiesis in Response to Cytotoxic Chemotherapy. Cell Stem Cell 2018;23(5):700-713.
Jacobs KB et al. Detectable clonal mosaicism and its relationship to aging and cancer. Nat. Genet 2012;44(6):651-658.
Kahn JD et al. PPM1D-truncating mutations confer resistance to chemotherapy and sensitivity to PPM1D inhibition in hematopoietic cells. Blood 2018;132(11):1095-1105.
Malcovati L et al. Clinical significance of somatic mutation in unexplained blood cytopenia. Blood 2017;129(25):3371-3378.
Niroula A et al. Distinction of lymphoid and myeloid clonal hematopoiesis. Nat Med 2021;27(11):1921-1927.
Ortmann CA et al. Functional Dominance of CHIP-Mutated Hematopoietic Stem Cells in Patients Undergoing Autologous Transplantation. Cell Rep 2019;27(7):2022-2028.e2023.
Rossi M et al. Clinical relevance of clonal hematopoiesis in persons aged ≥80 years. Blood 2021;138(21):2093-2105.
Saiki R et al. Combined landscape of single-nucleotide variants and copy number alterations in clonal hematopoiesis. Nat Med 2021;27(7):1239-1249.
Sperling AS et al. The genetics of myelodysplastic syndrome: from clonal haematopoiesis to secondary leukaemia. Nat Rev Cancer 2017;17(1):5-19.
Valent P et al. Proposed minimal diagnostic criteria for myelodysplastic syndromes (MDS) and potential pre-MDS conditions. Oncotarget 2017;8(43):73483-73500.
Weeks LD et al. Prediction of risk for myeloid malignancy in clonal hematopoiesis. NEJM Evid 2023;2(5).
WHO Classification of Tumours Editorial Board. Haematolymphoid tumours [Internet; beta version ahead of print]. Lyon (France): International Agency for Research on Cancer; 2022. (WHO classification of tumours series, 5th ed.; vol. 11). Available from: https://tumourclassification.iarc.who.int/chapters/63.
Wong TN et al. Cellular stressors contribute to the expansion of hematopoietic clones of varying leukemic potential. Nat Commun 2018;9(1):455.
Wong TN et al. Role of TP53 mutations in the origin and evolution of therapy-related acute myeloid leukaemia. Nature 2015;518(7540):552-555.
Stand: November 2023
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